Осипенко Е.В.
ветеринарный врач, г. С-Петербург, Россия

Источник: материалы XVI Московского международного конгресса по болезням мелких домашних животных

Для проведения хирургических вмешательств, рентгенологических и эндоскопических исследований, лечебных и диагностических процедур, а в ряде случаев, и клинического осмотра хищных птиц, необходимо адекватное анестезиологическое обеспечение.

В Центре Хищных Птиц (далее ЦХП) Университета штата Миннесота ежедневно проводится несколько анестезиологических эпизодов, что составляет несколько десятков эпизодов в неделю, приблизительно 100 случаев применения наркоза в месяц.

Наркоз птиц, как и ряда других видов животных, может быть достигнут путем применения как ингаляционных, так и инъекционных средств для наркоза. В настоящее время в современной ветеринарной практике при работе с хищными птицами основным видом наркоза является ингаляционный наркоз с применением изофлурана (Isoflurane). В ЦХП изофлуран является практически единственным средством для наркоза, используемым на протяжении многих лет как в стационарных, так и в полевых условиях. Поэтому в данной работе мы остановимся на ингаляционном наркозе с использованием изофлурана.

Изофлуран - ингаляционный анестетик, имеющий ряд преимуществ перед некоторыми другими ингаляционными средствами для наркоза, такими как галотан, метоксифлуран, севофлуран. Так, в частности, использование изофлурана позволяет быстро и легко проводить погружение в наркоз, выход из него, изменение уровня анестезии (коэффициент распределения кровь/газ для изофлурана меньше, чем для галотана) [10, 11]. Изофлуран в меньшей степени угнетает функцию миокарда, при его применении не столь значительна сенсибилизация миокарда к воздействию катехоламинов, и следовательно, снижается риск возникновения индуцированных катехоламинами аритмий [6, 9].

Изофлуран считается относительно безопасным средством для проведения анестезии пациентов с заболеваниями печени и почек. Это связано с тем фактом, что менее 0,2% изофлурана подвергается метаболизму в печени (для сравнения 20% галотана метаболизируется в печени) [10]. При применении изофлурана уровень в сыворотке крови неорганического фтора, обладающего нефротоксичным действием, значительно ниже, чем при использовании других средств, в частности, севофлурана [4]. Сравнительная безопасность изофлурана при наркотизации пациентов с заболеваниями печени/почек является безусловным преимуществом при проведении анестезиологического обеспечения хищных птиц, так как диагностика заболеваний данных органов может представлять определенные сложности, и ветеринарный врач часто вынужден проводить анестезию без предварительной оценки их состояния. Использование изофлурана, как правило, позволяет достичь уровня миорелаксации, необходимого для проведения полостных операций [2].

При всех преимуществах изофлурана, следует упомянуть, что минимальная альвеолярная концентрация (МАК) изофлурана выше МАК галотана [6, 10]. Кроме того, стоимость изофлурана также превышает стоимость последнего. Однако постепенное снижение стоимости изофлурана сделало его широко доступным для большинства современных ветеринарных клиник. Использование изофлурана, безусловно, дает определенные преимущества и позволяет свести анестезиологический риск к минимуму.

Для применения изофлурана в ЦХП используются наркозно-дыхательные аппараты. Для проведения анестезиологического обеспечения птиц следует применять аппараты, в которых выдыхаемый воздух полностью извлекается из циркуляции (полуоткрытый контур), что позволяет при необходимости быстро изменять уровень анестезии [1, 2, 8, 11]. Помимо этого требуются маски а также эндотрахеальные трубки без манжеты (в связи с тем, что трахеальные кольца птиц сплошные трубки с манжетой обычно не применяются) [5].

При поступлении хищной птицы в ЦХП пациента, прежде всего, подвергают внешнему осмотру, оценивают упитанность птицы, степень гидратации, а так же наполненность "зоба". Основную информацию о пациенте в ЦХП получают уже после первого анестезиологического эпизода, во время которого проводят более тщательный осмотр, отбирают пробы для анализа крови, делают рентгеновские снимки.

Если существует возможность подготовки пациента к анестезиологическому эпизоду, то хищных птиц заранее выдерживают на "голодной диете" в течение 6-12 часов. В то время как более крупных хищных птиц можно выдерживать на "голодной диете" в течение 24 часов, более мелкие виды, такие как Aegolius acadicus, следует не кормить перед анестезией не более, чем в течение одной ночи [2, 9].

В ЦХП премедикация, как правило, не применяется. Безусловно, при брадикардии возможно применение атропина сульфата. Рекомендуемая доза составляет 0,2 мг/кг внутримышечно [9].

Индукция проводится с применением изофлурана. Анестетик поступает через маску. В ЦХП используют как промышленно изготовленные маски, так и маски, изготовленные из пластиковых бутылок, на края которых одевают Vetrap. Для проведения анестезии устанавливают поток кислорода из расчета 1 л/мин для большинства хищных птиц и 1,5 л/мин для орлов. Для индукции применяют 5% концентрацию изофлурана во вдыхаемой смеси. (Для некоторых видов, таких как Accipiter striatus, Accipiter gentilis, индукцию проводят при концентрации анестетика равной 4%). Через 1 - 1,5 мин. концентрацию изофлурана снижают до 3,5 - 4%. Происходит релаксация мускулатуры (в том числе ног, шеи). Роговичный рефлекс становится замедленным. На данном этапе возможно снижение поступления изофлурана. Поддерживают наркоз смесью, содержащей 2,5 - 3% изофлурана. Однако поддерживающая концентрация зависит как от пациента, так и от вида птиц. Так например, беркуты, требуют 4% концентрации изофлурана во вдыхаемой смеси на протяжении большей части процедуры (что выше, чем для большинства других видов хищных птиц), в то время как для поддержания наркоза у Bubo virginianus, может быть достаточно поступления 1-2% изофлурана [8, 9].

В дальнейшем возможно проведение интубации. В ЦХП для кратковременных безболезненных процедур (проведение клинического осмотра, проведение рентгенологического исследования) интубация не применяется. Однако для более длительных и болезненных процедур она рекомендована. Интубация проводится с использованием эндотрахеальных трубок без манжеты. Процедура, благодаря анатомическому строению птиц, крайне проста. Перед интубацией необходимо нанести на область входной щели в гортань и на кончик эндотрахеальной трубки препараты лидокаина, что позволяет предотвратить возникновение апноэ при интубации. Без применения препаратов лидокаина апноэ, возникающее при интубции, наиболее часто наблюдается у Heliaeetus leucocephalus [8]. Интубация имеет ряд преимуществ, однако ее применение у птиц с массой менее 250 г не рекомендовано, так как диаметр трубок, которые можно было бы применять для их интубации, слишком мал и просвет эндотрахеальной трубки в таком случае может быть легко закупорен секретом трахеи [1,2, 9].

На протяжении всего анестезиологического эпизода необходим постоянный неотрывный мониторинг за состоянием пациента. Проводится контроль за рядом параметров. Прежде всего анестезиолог следит за дыханием, сердечной деятельностью а также за наличием роговичного рефлекса. Частота дыхания устанавливается путем визуального контроля за птицей или путем наблюдения за дыхательным мешком. Во время изофлуранового наркоза, как правило, частота дыхания орлов, крупных соколов и ястребов в среднем составляет 12-15 раз/мин, более мелких хищных птиц - 20-30 раз/мин [9]. Всегда следует стремиться к сохранению спонтанного дыхания. При отсутствии спонтанного дыхания в течение более 20 секунд следует применить мануальную вентиляцию. Если сохранить самостоятельное дыхание у птицы не удается, то возможно проведение анестезиологического эпизода с применением "ручной" искусственной вентиляции на протяжении нескольких часов. При наличии самостоятельного дыхания следует учесть тот факт, что дыхательный объем воздуха во время анестезии снижен (что может привести к гиповентиляции). Поэтому и при наличии самостоятельного дыхания следует применять мануальную вспомогательную вентиляцию с частотой 2 - 3 раза в минуту. Ряд работ подтверждают положительное влияние мануальной вспомогательной вентиляции на газовый состав крови [3, 9].

Частота сердечной деятельности птицы в норме может быть установлена путем аллометрических измерений [7]. Частоту сердечной деятельности следует контролировать с помощью стетоскопа. Во время проведения хирургических вмешательств часто удобно использовать эзофагальный стетоскоп. Применение ЭКГ для мониторинга сердечной деятельности является рутинным во время длительных анестезиологических эпизодов в ЦХП. Для мониторинга состояния птицы во время проведения анестезии возможно применение дополнительного оборудования, например, пульс-оксиметров с клоакальными датчиками. После окончания процедуры отключают доступ изофлурана. Однако, особенно в том случае, когда процедура была длительной, некоторое время (в зависимости от состояния пациента) доступ кислорода оставляют на прежнем уровне. Если самостоятельное дыхание во время процедуры не имело места и пациент находился на мануальной искусственной вентиляции, вентиляцию продолжают до момента восстановления самостоятельного дыхания. Экстубацию следует проводить в тот момент, когда птица начинает самостоятельные движения головой [1, 9]. Во время выхода из наркоза, ассистент поддерживает птицу в вертикальном положении с целью предотвращения возможной регургитации и ее последствия - аспирационной пневмонии, которая, в противном случае, может оказаться осложнением, имеющим летальный исход.

Как упоминалось ранее, изофлурановый наркоз является относительно безопасным способом наркотизации хищных птиц. Однако и при его применении могут возникнуть определенные проблемы, такие как апноэ, брадикардия, регургитация с последующим развитием аспирационной пневмонии, остановка сердца и пр.

Апноэ может возникнуть при проведении интубации. Для предотвращения данного осложнения следует перед интубацией использовать препараты лидокаина. При возникновении апноэ в ходе процедуры возможен переход на мануальную искусственную вентиляцию. Птица может находиться на мануальной вентиляции в течение нескольких часов с успешным выходом из наркоза по завершении процедуры [9].

Брадикардия может иметь место до начала анестезиологического эпизода или возникнуть во время его проведения. Для предотвращения и устранения данного явления применяют атропин или гликопирролат.

Остановка сердца при изофлурановом наркозе встречается крайне редко, однако, согласно опыту сотрудников ЦХП, наступает внезапно. В течение 10 лет в ЦХП от внезапной остановки сердца погибло 5 птиц, включая 2 Falco peregrinus, 2 Accipiter gentilis, 1 Accipiter striatus [9]. Попытки реанимации оказались безуспешными. Curro и Sinn также сообщают о неудачных попытках реанимации птиц, у которых имела место остановка сердца [2, 11].

Аспирационная пневмония может оказаться летальным осложнением. Однако регургитацию, ведущую к развитию аспирационной пневмонии, можно предотвратить путем применения "голодной выдержки" перед наркотизацией, путем использования интубации, контролем за выходом птицы из наркоза и поддержанием ее на данном этапе в вертикальном положении.

Таким образом, изофлуран является препаратом выбора для проведения анестезии хищных птиц. Относительная безопасность ингаляционного наркоза с применением изофлурана, быстрое погружение в наркоз и выход из него, сделали данный препарат основным анестетиком, применяемым при работе с хищными птицами. Ингаляционный наркоз с использованием изофлурана является основным видом анестезии, практически полностью заменившим инъекционные препараты в ЦХП Университета штата Миннесота.

Данная работа написана по результатам стажировки автора в Центре Хищных Птиц Университета штата Миннесота, за что автор выражает свою благодарность директору ЦХП, профессору Патрику Рэдигу.

Литература:

1. Coles BH: Avian Medicine and Surgery, Blackwell Science Ltd., 1997, pp. 125-148

2. Curro TG: Anesthesia in pet birds in Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine , vol. 7, no. 1, January 1998, pp. 10-21

3. Edling TM: The Effects of intermittent positive pressure ventilation on African gray parrots in 2000 Proceedings of the 21st Annual Conference of Association of Avian Veterinarians, Portland, Oregon, USA, 2000, pp. 223-225

4. Goldberg M, Cantillo J et al.: Sevoflurane versus Isoflurane for maintenance of anesthesia: are serum inorganic fluoride ion concentrations of concern? in Anesthesia and Analgesia, 82(6), 1996, pp. 1268-1272

5. Ludders JW: Respiratory physiology of birds: considerations for anesthetic management in Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine, vol. 7, no. 1, January 1998, pp. 3-9

6. Ludders JW: Anesthesia and immobilization of specific species: birds in Veterinary Anesthesia, Williams & Wilkins, 1996, pp. 645-670

7. Porkas MA, Karas AM, Kikwood JK, et al: An introduction to allometric scaling and its uses in raptor medicine, in Redig PT, Cooper JE et al (eds): Raptor Biomedicine, Minneapolis, MN, University of Minnesota Press, pp. 400-436

8. Redig PT: Medical Management of Birds of Prey. The Raptor Center, University of Minnesota, 1993, pp. 23-35

9. Redig PT: Recommendations for anesthesia in raptors with comments on trumpeter swans in Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine, vol. 7, no. 1, January 1998, pp. 22-29

10. Samour JH (ed): Avian Medicine. Mosby, Hartcourt Publishers Limited, 2000, pp.80-98

11. Sinn LC: Anesthesiology in Avian Medicine: Principles and Applications Wingers Publishing, 1997, pp. 589-600

Summary
Osipenko E.V. Use of gas anesthesia in different species of raptors at the Raptor Center, University of Minnesota, USA.

Use of Isoflurane gas anesthesia in different raptors is described in the article. Isoflurane is an inhalation agent of choice for anesthesia in raptors. It is commonly used in these species because of the relative safety, rapid induction and recovery, easily controlled anesthetic depth. Isoflurane is the only anesthetic of choice which is routinely used at the Raptor Center. It has successfully forced out injectible anesthetics. This article might be interesting for veterinarians specializing in avian veterinary medicine and for those planning to use gas anesthesia in every day work. Acknowledgements: Dr. P. Redig, director of the Raptor Center, for making author's practical externship at the Raptor Center possible.